Нарушено соотношение крови и антикоагулянта

Преаналитический этап при исследованиях гемостаза

Для исследования системы гемостаза разработаны и полущили широкое распространение высокоточные приборы и надежные лабораторные методы, которые позволяют быстро и эффективно выявить нарушения, приводящие к кровоточивости или тромбозам, однако их воспроизводимость и точность значимо снижаются при несоблюдении правил и условий преаналитического этапа. Взятие образцов крови, транспортировку и их подготовку для исследования системы гемостаза следует рассматривать как важнейшие этапы полущения корректных результатов,

которым должно быть уделено немало внимания в любой лаборатории, выполняющей исследование системы гемостаза.

ПОДГОТОВКА ПАЦИЕНТА

Кровь для исследования гемостаза забирают утром натощак по прошествии не менее. 8 ч после последнего приема пищи. Важно, чтобы взятие венозной крови проводилось в спокойном состоянии, поэтому перед венепункцией пациенту рекомендуют посидеть в течение 20-30 мин. Для получения надежных результатов при исследовании тромбоцитарного гемостаза за день до сдачи анализа пациенту следует избегать стрессов, физических нагрузок, смены режима дня и изменений в питании, приема алкоголя. Особенно тщательно необходимо соблюдать эти условия при исследовании маркеров активации тромбоцитов (β-тромбоглобулина, тромбоцитарного фактора-4).

Врачу необходимо знать о лекарственных препаратах, которые назначены и вводятся пациент}, поскольку ряд медикаментов способны нарушить агрегацию тромбоцитов или вызвать изменение параметров коагуляции. В подобных ситуациях часто приходится учитывать лишь антикоагулянтный или антитромбоцита р- ный эффект применяемых лекарственных препаратов, поскольку выявить многие нарушения гемостаза на фоне применения антикоагулянтов или антиагрегантов невозможно.

У пациентов в реанимационном отделении нельзя брать кровь из подключичного катетера, поскольку это наиболее частая причина попадания гепарина в образец крови. У пациентов в отделении гемодиализа нельзя осуществлять забор крови из артериовенозной фистулы. Однако при некоторых критических состояниях взятие крови в пробирку или вакутейнер из кубитальной вены бывает невозможно из-за снижения давления. В подобных ситуациях кровь для исследования допустимо взять из подключичного катетера, но при этом следует учитывать, что перечень выполняемых методик будет существенно ограничен вследствие возможного наличия гепарина в образце.

АНТИКОАГУЛЯНТЫ

Цитрат натрия

Цитрат натрия связывает ионы кальция и останавливает реакции свертывания. В качестве антикоагулянта для определения большинства показателей коагуляционного и тромбоцитарного звеньев системы гемостаза следует использовать 0,105-0,109 M раствор лимоннокислого натрия, который готовят растворением 3.1-3,2 г Na3C6H507х2H2O в 100 мл воды. Этот раствор следует хранить при температуре от +2 до +8 0C не более 48 ч. При несоблюдении температурного режима в таком растворе развивается микрофлора, вследствие чего концентрация цитрата натрия уменьшается и появляются посторонние примеси, обладающие потенциальной способностью стимулировать тромбоциты и активировать коагуляционные реакции. При наличии рекомендации фирм-производителей реагентов допустимо применение 0,129 M (3,8%) цитрата натрия, однако следует учитывать, что разные концентрации стабилизатора по-разному влияют на ряд показателей коагуляции, в том числе и на МНО. Такое влияние особенно заметно при сравнении реагентов разных производителей.

Этилендиаминтетраацетат

ЭДТА также связывает кальций, останавливая свертывание. Соли этилендиа- минтетраацетата используют для стабилизации образцов, предназначенных для определения клеточного состава периферической крови на гематологических анализаторах. K2-, K3- и Na2-соли ЭДТА в концентрации 1,2-2,0 мг/мл применяют также при дальнейшем исследовании методами ИФА и ПЦР. Недопустимо использование ЭДТА для исследования коагуляции и функциональной способности тромбоцитов.

Гепарин

Гепарин активирует плазменный антитромбин, который необратимо связывает ферментные факторы свертывания. Этот антикоагулянт традиционно применяют в ИФА; как правило, для стабилизации крови необходимо от 12 до 30 ЕД/мл натриевой, калиевой или литиевой соли нефракционированного гепарина. При получении плазмы для исследования ее коагуляционных свойств и функциональной способности тромбоцитов этот антикоагулянт применять нельзя.

ПРОБИРКИ

При взятии и подготовке образцов крови для исследования гемостаза следует применять меры для предупреждения активации тромбоцитов и коагуляционных реакций. Для образцов крови нельзя использовать обычные стеклянные пробирки. поскольку стекло активирует коагуляцию и сорбирует коагуляционные факторы. В течение многих лет для предупреждения этих эффектов использовали силиконирование пробирок, однако появились сведения о недостаточной способности некоторых силиконов предупреждать активацию тромбоцитов. Кроме того, эта процедура трудно стандартизируется и занимает дополнительное время. Как альтернативу силиконированию следует использовать пластиковые пробирки, однако различные сорта пластика также разнятся по способности активировать коагуляционные реакции.

Хорошие результаты дает использование вакуумных систем для взятия крови, содержащих забуференный 3,2% раствор цитрата натрия (буферизация чаще достигается добавкой лимонной кислоты). Цветовая кодировка по ISO/DIS 6710 для вакуумных систем, содержащих цитрат натрия, предусматривает светло- голубой или зеленый цвет колпачков; для пробирок с ЭДТА — лиловый или красный; для пробирок с гепарином — зеленый или оранжевый. Существуют данные о хороших результатах использования специальных CTAD-систем (со стабилизатором, включающим цитрат натрия, трифосаденин, теофиллин и дипиридамол) для определения β-тромбоглобулина, тромбоцитарного фактора-4, PAI-1, контроля гепаринотерапии по АЧТВ или анти-Ха, определения МНО. Однако этот стабилизатор непригоден для исследования функциональной способности тромбоцитов.

ОПТИМАЛЬНОЕ СООТНОШЕНИЕ ЦИТРАТ/КРОВЬ

Поскольку большинство факторов свертывающей системы содержится в плазме, но не в эритроцитах, необходимое количество антикоагулянта зависит от показателя гематокрита у пациента. Для стабилизации образцов крови при значении гематокрита в нормальном диапазоне (от 35 до 50%) принято смешивать один объем 3,2% раствора цитрата натрия с девятью объемами крови. При отклонениях гематокрита от указанных величин следует изменить это соотношение в соответствии с формулой Ingram:

X = V × (100 — НСТ) / (595 — НСТ),

где X — добавляемый объем 3,2% цитрата, мл; V — конечный объем пробирки для крови, мл; HCT — показатель гематокрита у пациента, %.

ТЕХНИКА ВЕНЕПУНКЦИИ

ИГЛА И ПРОБИРКА

Для получения образцов венозной крови необходимо привлекать наиболее опытных и квалифицированных процедурных медсестер, способных в течение нескольких секунд пунктировать вену с наименьшими травматичностью и болезненностью для пациента. Медсестре необходимо внимательно ознакомиться с направлением на исследование, выбрать пробирки, определить корректную последовательность их наполнения, промаркировать их и указать время взятия крови. В некоторых специализированных лабораториях на время взятия крови в помощь процедурной медсестре направляют лабораторного техника, что позволяет значительно увеличить пропускную способность процедурного кабинета, снизить вероятность ошибок дозирования цитрата при сдвигах гематокрита и неточностей маркировки проб.

Образец крови предпочтительнее брать из кубитальной вены; место прокола обрабатывают 70% спиртом и дают высохнуть. Допустимо лишь кратковременное (не более 60 с) наложение жгута на плечо, поскольку при венозном стазе происходит активация фибринолиза; после введения иглы в вену жгут тотчас же расслабляют или удаляют. Наилучшие результаты (с учетом травматичности, болезненности, универсальности, скорости наполнения пробирок) дает использование иглы с калибром 21G. Желательно не брать для исследования гемостаза первые 2-3 мл крови, поэтому их набирают в пробирку без антикоагулянта и используют, например, для получения сыворотки (биохимические, иммунологические тесты и др.). Далее пластиковые или силиконированные пробирки с предварительно добавленным цитратом наполняют кровью из иглы самотеком, сразу же закрывают и перемешивают путем 4-6-кратного переворачивания или вращения (без встряхивания). В связи с использованием игл увеличенного диаметра после венепункции в большинстве ситуаций руку пациента необходимо перебинтовать 2- 4 оборотами бинта, приложив к месту прокола марлевый тампон с 70% спиртом.

Наполнять пробирки с цитратом с помощью шприцев для инъекций нельзя, поскольку при насасывании крови и ее последующем переносе в пробирку происходит активация тромбоцитов и коагуляционных факторов вследствие контакта крови с пластиком шприца и дополнительного вспенивания, обусловленного турбулентным движением крови в шприце.

СПЕЦИАЛИЗИРОВАННЫЕ ВАКУУМНЫЕ СИСТЕМЫ

Стандартом для клинических лабораторий, в которых исследуют показатели гемостаза, считается использование одноразовых вакуумных систем (вакутейнеров и др.), содержащих 3,2% раствор цитрата натрия. Их использование в значительной степени ускоряет, стандартизирует процедуру взятия крови и позволяет существенно снизить разброс результатов. Если кровь для исследования показателей гемостаза берут через катетеры или системы с иглой-бабочкой, необходимо обеспечить полную герметичность системы и предварительное заполнение кровью всех «мертвых» объемов — просвета самого катетера, иглы и переходника, иначе возможны частичная потеря вакуума и неполное заполнение пробирки. Для предотвращения этого, а также попадания кусочков поврежденных тканей кровь для анализа показателей гемостаза не рекомендуют брать в первую вакуумную пробирку.

В условиях выраженного сгущения крови (полицитемии, дегидратации и др.) стандартное количество цитрата в вакуумных системах оказывается избыточным для уменьшенного объема плазмы. При использовании вакуумных пробирок и уровне гематокрита у пациента выше 50% часть раствора цитрата из пробирки следует предварительно отсосать (например, с помощью инсулинового шприца). Подлежащий удалению из стандартной вакуумной пробирки объем цитрата можно определить по формуле:

Y = (V / 10) × (9 × HCT — 405) / (595 — НСТ),

где Y — подлежащий удалению объем цитрата, мл; V — конечный объем пробирки для крови, мл; HCT — показатель гематокрита у пациента, %.

При низком (<35%) значении гематокрита, напротив, следует предварительно добавить дополнительное количество цитрата в пробирку, подсчитав его по той же формуле (отбросив знак «минус»).

Однако скорригировать объем цитрата в вакуумных пробирках без нарушения вакуума весьма сложно, и стандартные инструкции производителей вакуумных систем подобной возможности не предусматривают. В связи с этим, поскольку грубые сдвиги гематокрита в диагностической практике встречаются нечасто, при их наличии бывает проще взять кровь с помощью иглы не в вакуумную, а в обычную пластиковую пробирку, предварительно добавив в нее цитрат в соответствии с приведенной выше формулой.

Транспортировка и промежуточный контроль образцов

Следует сократить до минимального интервал времени между взятием образца крови из вены и центрифугированием. До центрифугирования кровь следует хранить при комнатной температуре (от +18 до +24 °С). Недопустимо хранить образцы крови в холодильнике и тем более их замораживать. При охлаждении образцов до 12 °C и ниже начинается холодовая агрегация тромбоцитов. Маркированные образцы транспортируют в лабораторию в специальном контейнере. В том случае, если образцы крови необходимо отправить в другое лечебное учреждение, их нужно транспортировать в термоконтейнере, но без хладагентов. В зимнее время термоконтейнер не позволит образцам охладиться до 12 °C, а в летнее время — перегреться. Направление на исследование или иную медицинскую документацию не следует помещать в контейнер с образцами.

Перед центрифугированием необходимо визуально проверить полученные для исследования пробы крови (маркировку, наличие гемолиза, липемии и сгустков). Образцы, содержащие сгустки, бракуются. Для визуального выявления «подсвертывания» необходимо медленно наклонить пробирку с образцом; при правильных взятии и обработке крови происходит равномерное ее перетекание, соответствующее углу наклона пробирки, и на стенках не остается багровых образований овальной или иной формы.

ПОЛУЧЕНИЕ ПЛАЗМЫ

Богатая тромбоцитами плазма

Цитратная плазма, богатая тромбоцитами, получается при центрифугировании стабилизированной цитратом крови при 150 g в течение 5 мин. Торможение центрифуги должно быть плавным. Сразу же после центрифугирования богатую тромбоцитами плазму переносят в пластиковые пробирки пипетками со сменными наконечниками и используют для исследования агрегационной функции тромбоцитов, которое следует выполнить в течение 2 ч после взятия крови. Замораживание образцов богатой тромбоцитами плазмы недопустимо.

Бедная тромбоцитами плазма

Цитратная плазма, бедная тромбоцитами, обычно еще содержит тромбоциты, но в малых количествах. Для ее получения стабилизированную кровь или плазму, богатую тромбоцитами, центрифугируют при 1700-1900 g в течение 15 мин без охлаждения, а затем надосадочную жидкость переносят в пластиковые пробирки.

Бестромбоцитная плазма

Подобный режим центрифугирования считается достаточным для большинства коагуляционных тестов. Однако в ряде ситуаций, например при определении волчаночного антикоагулянта, проведении dRVV-теста или при необходимости замораживания и хранения материала, требуется бестромбоцитная плазма. Ее получают путем повторного центрифугирования плазмы, бедной тромбоцитами, при 1700-1900 g в течение 15 мин. Следует осторожно относиться к рекомендациям центрифугировать образцы крови с ускорением более 2500 g и охлаждением, поскольку при увеличении центробежной силы и снижении температуры возможно разрушение клеток крови.

Хранение образцов плазмы

Желательно, чтобы функция как тромбоцитарного, так и коагуляционного звена гемостаза была исследована в течение 2 ч после взятия крови у пациента. В большинстве ситуаций обеспечить это довольно сложно, поэтому при условии быстрого отделения плазмы от клеточных элементов допускается исследование коагуляционных показателей в течение 4 ч. Редко выполняемые тесты коагуляционного гемостаза допустимо проводить после накопления замороженных образцов. Хранение плазмы при -20 °С возможно до 4 нед; лучшие результаты получаются при хранении при температуре от -40 до -70 °С. Большинство бытовых холодильников неспособны удерживать температуру -20 ºC, поэтому хранить образцы плазмы в них не рекомендуют. Перед исследованием плазму необходимо быстро разморозить на водяной бане при 37 °С и хорошо перемешать.

Подбор антикоагулянтов

Материалом для коагулологических исследо­ваний является плазма (рис. 69).

Для получения плазмы или крови для лабо­раторных исследований используют противосвер-тывающие вещества (табл. 11). Согласно стандар­ту для производителей DIN ISO Standard 6710 коммерческие пробирки с антикоагулянтом ме­тятся цветом крышки: пробирки с ЭДТА закры­ты крышкой светло-лилового (лаванды) цвета, пробирки с гепарином — зеленой, пробирки с цит­ратом — синей крышкой.

Трехзамещенный цитрат натрия обладает специфической способностью стабилизировать

Рис. 69. Получение фракций крови для проведения ко­агулологических исследований

лабильные факторы свертывания (V и VIII). Цит­ратная плазма, обогащенная тромбоцитами, ис­пользуется для изучения их агрегации. В связи с этим цитрат натрия является антикоагулянтом выбора для коагулологических исследований. В соответствии с рекомендацией ВОЗ концентра­ция цитрата должна быть 109 ммоль.

Кровь смешивают с 3,8% раствором цитрата натрия в соотношении 9:1. На этом этапе могут быть допущены три ошибки.

Первая ошибка — неточность приготовления раствора стабилизатора. Важно учесть, что трех­замещенный 5,5-водный цитрат натрия готовится в концентрации 3,8% (0,11 моль), а 2-водный — в кон­центрации 3,2%) (0,11 моль). Американский Коми­тет Стандартизации Клинических Лабораторий

Применение и механизм действия антикоагулянтов

Таблица 11

Обеспечение диагностики нарушений гемостаза в КДЛ

рекомендует для коагулологических исследовании буферный раствор 3,2% цитрата. Забуферивание ан­тикоагулянта способствует большей стабилизации лабильных факторов свертывания. Хранение ра­створа цитрата допускается в течение 1 недели при +2…+8 °С. Более длительное хранение приводит к бактериальному загрязнению и снижению концен­трации цитрата натрия.

Вторая ошибка связана с тем, что нарушает­ся принятое соотношение крови и раствора цит­рата (9:1), поскольку раствор цитрата остается в плазме и не проникает в клетки крови. Считает-

ся, что в пределах разведения крови цитратом 9:1 и 12:1 практически нет различий в результатах коагулологических тестов. Большее количество антикоагулянта по отношению к плазме может вызвать удлинение ПВ и АЧТВ (рис. 70).

Такая ситуация может возникнуть, когда в приготовленную заранее пробирку с цитратом набрано слишком мало крови (рис. 71).

Аналогичная ситуация возникает при раз­ном гематокрите (рис. 72): гематокрит в преде­лах между 0,25-0,55 (25-55%) несущественно вли­яет на результаты, при гематокрите свыше 60%

Рис. 70. Влияние разведе­ния крови антикоагулян­томна протромбиновый тест (ПТ) и активированное частичное тромбопластино-вое время (АЧТВ), Разведе­ние крови антикоагулянтом сопровождается удлинени­ем ПВ (снижение ПТ) и АЧТВ, при разведении меньшем, чем 8:1, это приводит к ре­гистрации ложноположи-тельного результата

Рис. 71. Взято недостаточное количество крови в ан­тикоагулянт- типичная преаналитическая ошибка. Боль­шее количество антикоагулянта по отношению к плазме может вызвать значительное изменение показателей ко-агулограммы

Рис.72. Соотношение объема плазмы и раствора цитра­та при разном гематокрите. При высоком гематокрите со­здаются условия избыточного количества антикоагулянта и слишком сильного разведения плазмы с получением ре­зультатов, соответствующих состоянию гипокоагуляции. Наоборот, при низком гематокрите есть высокая вероят­ность регистрации «ложной» гиперкоагуляции

Обеспечение диагностики нарушений гемостаза в КДЛ

создается избыточная концентрация цитрата в плазме, приводящая к «ложной» гипокоагуля-ции. Напротив, при снижении гематокрита (ниже 25%) обнаруживается «ложная» гиперко­агуляция, кровь при смешивании с цитратом в отношении 9:1 может свернуться в пробирке еще до исследования. Высокий гематокрит — физио­логическая характеристика крови новорожден­ных, у взрослых высокий гематокрит возникает при полицитемиях (эритремиях), сердечной не­достаточности.

Перерасчет объема стабилизатора в соответ­ствии с гематокритным показателем позволяет избежать этой ошибки (табл. 12). Если же у боль­ного нет значительного сгущения крови или, на­оборот, анемизации, приемлемо стандартное со­отношение крови и цитрата (9:1).

Таблица 12

Соотношение объема антикоагулянта и венозной крови для постановки коагулограммы

Третья ошибка. Наиболее частой погрешно­стью при взятии крови является плохое или недо­статочное перемешивание ее со стабилизатором. Для предотвращения этого требуется немедлен­но после заполнения пробирки кровью до требу­емого объема закрыть ее крышкой (не резиновой) или чистой полиэтиленовой пленкой и 2-3 раза медленно перевернуть (не встряхивая).

Для рекальцификации к цитратной плазме добавляют определенное количество хлорида кальция. Причиной изменения времени сверты­вания может стать несоответствие добавляемо­го кальция содержанию цитрата: коагулологи-ческие исследования являются более чувстви­тельными к избытку кальция в плазме (высокий

гематокрит, слишком мало крови), чем к его не­достатку (низкий гематокрит, слишком много крови).

Для некоторых тестов рекомендуются специ­альные антикоагулянты. При исследовании фун­кции тромбоцитов практически любой антикоа­гулянт может быть источником ошибок. ЭДТА, флуорид и гепарин не используются при прове­дении традиционных тестов коагулограммы.

Сыворотка

Сыворотка, естественно, не может быть ис­пользована в тестах, основанных на определении выпадения фибрина. Кроме того, сыворотка практически не содержит факторов II, V, VIII и XIII, которые удаляются со сгустком, в сыворот­ке частично сохраняются ф.VII, -IX, -X и -XII. Сы­воротку можно использовать для исследования некоторых компонентов, на определение которых оказывают интерферирующий эффект компонен­ты плазмы, в частности, в сыворотке можно оп­ределять содержание продуктов деградации фиб­рина/фибриногена (ПДФ).

Хранение и центрифугирование

Кровь в пробирке необходимо тщательно перемешать, перевертывая пробирку, при этом не допускается образования пены. Нельзя трясти пробу, так как это может вызвать денатурацию белков и активацию тромбоцитов.

Сразу же после взятия крови происходит из­менение активности компонентов системы свер­тывания и фибринолиза. В пробе, не закрытой пробкой, возрастает рН из-за потери СО2. След­ствием этого является увеличение времени свер­тывания. На стабильность рН пробы влияет бу­ферная система эритроцитов, а также использо­вание буферных растворов цитрата. В пробе кро­ви, хранящейся при комнатной температуре и зак­рытой пробкой, не происходит заметных измене­ний в результатах ПВ и АЧТВ. Эффект физиоло­гического забуферивания за счет эритроцитов исчезает в открытой пробирке при попадании в нее атмосферного воздуха.

Согласно международным рекомендациям срок доставки проб в лабораторию (ARUP Laboratories, 2002) для исследования показате-

Обеспечение диагностики нарушений гемостаза в КДЛ

лей гемостаза не должен превышать 45 минут

после взятия крови у пациента. Стабилизиро­ванную кровь до центрифугирования (в том числе и в процессе транспортировки) хранят при комнатной температуре (+18… +25 °С). Транспортировка крови на большие расстоя­ния и ее частое встряхивание искажают резуль­таты исследования. Кровь нельзя хранить во льду (что делается в некоторых клиниках), так как это может привести к холодовой актива­ции фактора XII (процесс запускается через контактную фазу и развивается достаточно ча­сто) и вызвать значительные изменения функ­ции тромбоцитов.

Центрифугирование для получения плазмы должно проводиться при ускорении 1500-2000 g в течение 10 минут, при этом получается плазма, «бедная» тромбоцитами. Если пробы необходи­мо заморозить перед проведением теста, то пос­ле размораживания рекомендуется повторно от-центрифугировать пробу и работать с суперна-тантом. Это делается для удаления остатков раз­рушенных тромбоцитов, фосфолипидов и белков их мембран, которые могут влиять на некоторые коагуляционные тесты.

Проверка исследуемых образцов перед выполнением тестов

Проверка образцов крови или плазмы перед проведением коагуляционных тестов позволяет избежать многих ошибок, связанных с преанали-тическими погрешностями.

Неправильное соотношение кровь/цитрат можно определить, если объем крови в пробирке меньше или больше, чем требуемый. При малом объеме крови будет зарегистрировано ложное удлинение коагуляционных тестов.

Пробы с видимыми сгустками фибрина. В за­висимости от степени свертывания коагуляцион­ные тесты могут быть укорочены, нормальны или удлинены.

Гемолиз может произойти при хранении не-отцентрифугированной крови или после центри­фугирования. В таких тестах результаты варьи­руют в зависимости от степени гемолиза. Если гемолиз присущ in vivo, что подтверждается взя­тием нового образца, то тесты могут выполнять­ся для оценки гемостатической ситуации. Если гемолиз произошел после взятия крови, то такие образцы следует отбросить, чтобы не получить ложных результатов.

Тесты для оценки сосудистого и тромбоцитарного компонентов гемостаза

Традиционные тесты на исследование сосу­дистого и тромбоцитарного компонентов гемо­стаза, в том числе пробы на резистентность (ломкость) капилляров, пробы на длительность и величину капиллярного кровотечения, под­счет тромбоцитов в камере, изучение размеров тромбоцитов в мазке, визуальные методы на

спонтанную и индуцированную агриегацю, хо­рошо известны и представлены во многих по­собиях. В настоящем изложении остановимся только на относительно новых методах, отра­ботанных на новой лабораторной технике, по­ступающей в клинико-диагностические лабора­тории.

Время кровотечения

Время кровотечения — это время от момента нанесения стандартной раны кожи до момента прекращения вытекания крови. Оно характери­зует функциональную активность тромбоцитов и взаимодействие тромбоцитов с сосудистой стен­кой. Время кровотечения не выявляет всех тром-боцитарных нарушений (такого метода вообще не существует), этот скрининговый тест позволя­ет заподозрить тромбоцитопатии различного ге-

неза, болезнь Виллебранда и нарушения проаг-регантных свойств сосудистой стенки. После вы­явления патологии нет необходимости повторять это исследование, нужно использовать более чув­ствительные и специфичные методы. У этого ме­тода есть серьезные недостатки: Метод плохо стандартизуется. Результаты

теста позволяют лишь предположить наличие

тех или иных нарушений.

Обеспечение диагностики нарушений гемостаза в КДЛ

Низкая чувствительность. Отсутствие удли­нения времени кровотечения не всегда позво­ляет исключить нарушения тромбоцитарно-го или сосудистого звеньев гемостаза. Низкая специфичность не позволяет одно­значно интерпретировать результаты метода.

Однако это наиболее доступный метод для вы­явления нарушений взаимодействия тромбоцитов с сосудистой стенкой. Кроме того, это дешевый ме­тод, позволяющий заподозрить нарушения соответ­ствующего звена гемостаза и решить вопрос о необ­ходимости дальнейших углубленных исследований.

Дата добавления: 2016-08-06; просмотров: 4713;

Добавить комментарий

Ваш адрес email не будет опубликован. Обязательные поля помечены *